Биозащита для древесины какой лучше выбрать: Биозащита для древесины какой лучше выбрать

Эллис, который выращивает пастбищное птицеводство почти 20 лет, предложил активные меры по повышению биобезопасности птицефабрики за счет планирования заблаговременного прибытия цыплят и повседневного управления. «Предотвращение болезней — конечная цель», — заявил Эллис. «И важным компонентом поддержания здоровья и счастья ваших птиц является биобезопасность».

Биобезопасность по определению, сказал Эллис, — это практика и планирование сокращения контакта стада с возможными болезнетворными агентами.Планы и методы обеспечения биобезопасности основаны на идее профилактики, а не лечения, и уменьшения возможностей заражения.

Чтобы понять, почему так важны биобезопасность и планирование биозащищенности, «вернемся к весне 2015 года», — сказал Эллис. По данным Министерства сельского хозяйства США, с декабря 2014 года по июнь 2015 года США пережили крупнейшую чрезвычайную ситуацию в области здоровья животных: более 200 случаев высокопатогенного птичьего гриппа (ВПГП) были обнаружены у коммерческих и домашних птиц, а также у диких птиц по всей стране. .Хотя первоначально он был распространен дикими птицами, плохое планирование и недостатки в области биобезопасности не позволили его локализовать.

Болезнь распространяется двумя основными способами передачи: прямым, как при контакте птиц друг с другом или с носителем, и косвенным, при контакте с инфицированным объектом, например, обувью или снаряжением. Понимание того, как распространяется болезнь, является ключом к реализации успешного плана биобезопасности.

Хотя многие внешние факторы, такие как дикие птицы и ветер, трудно контролировать, на птицефабрике есть множество вещей, которыми можно управлять.Эллис рекомендует обратить внимание на следующие девять советов.

«Птицы собираются появиться на вашей ферме», — заявил Эллис. «Так как же ограничить общее воздействие на стадо?» Эллис рекомендует птицеводам знать о схемах миграции и общей планировке своей фермы, а затем ограничивать попадание птицы в эти районы. «Вам нужен хороший вид на вашу ферму с высоты птичьего полета», — пояснил он.«Следите за пролетами и обращайте внимание на то, когда птицы будут в вашем районе».

Как только вы узнаете о диких птицах, которые будут находиться на ферме или рядом с ней, сделайте кормушки и поилки, доступные только для домашней птицы. Используйте оборудование, чтобы свести к минимуму контакт в максимально возможной степени, например тройные кормушки, которые открываются только тогда, когда птица стоит на платформе. Сеткой также можно уберечь диких птиц от пастбищ. Эллис рекомендует использовать разноцветную сетку, чтобы дикие птицы не застряли в ней.

Домики-кольца — популярные конструкции, исключающие доступ диких птиц к корму и воде. Плюс этой конструкции в том, что она также уменьшает количество хищников. Постройте загоны, чтобы исключить не только диких птиц, но и диких животных-вредителей, таких как крысы, мыши и других хищников, которые могут переносить болезни. Запахи, такие как кайенский перец, могут отпугнуть вредителей и хищников, которые хотят попасть на домашнюю птицу.

Источники снабжения — еще один аспект, которым можно управлять, чтобы предотвратить болезнь.«Большая часть борьбы с болезнями начинается, когда птицы еще молоды», — сказал Эллис. «Для многих это означает получение суточных цыплят из инкубатория». С точки зрения здоровья Эллис рекомендует приносить домой однодневных цыплят, а не старых птиц. Он пояснил, что есть больше предварительных инвестиций по времени и стоимости корма, но меньше риск существующих заболеваний, и птицы лучше адаптируются к окружающей среде.

Цыплята должны поступать из инкубатория, который может подтвердить, что птицы здоровы, — пояснил Эллис.Убедитесь, что инкубаторий одобрен Национальным планом улучшения птицеводства (NPIP). Также важно поговорить с заводчиком о сопротивляемости болезням и найти породы, которые не подвержены определенным заболеваниям; некоторые традиционные породы особенно подходят для выращивания на пастбище.

Эллис также рекомендует птицеводам учитывать репутацию: поговорить с другими фермерами и посмотреть, насколько здоровы их птицы; часто это хороший источник, чтобы узнать, есть ли проблемы в инкубатории. «Когда мы говорим о поиске поставщиков, очень важно начать диалог с вашим инкубаторием и другими фермерами, — сказал Эллис.

Перед прилетом птиц Эллис заявил, что брудер должен быть полностью вычищен. Заменить стружку, продезинфицировать стены и пол, очистить кормушки и поилки — все это очень важно для профилактики заболеваний. Эллис рекомендует подождать не менее двух недель между стадами, хотя лучше месяц. Брудер должен успеть отдохнуть и позволить некоторым патогенам умереть.Слишком раннее поспешное введение новой группы птиц в брудер может вызвать заболевание.

«Проведите некоторое время в брудере, когда они молоды; они расскажут вам, как они себя чувствуют, — сказал Эллис. Запишите любые изменения в потреблении корма или смертности, так как эти ранние предупреждающие знаки могут дать подсказку. «Многое из этого требует наблюдения — по качеству воздуха, чувствуете ли вы запах аммиака? Если вы чувствуете его запах, скорее всего, он находится на очень высоком уровне, что вызовет проблемы «.

Эллис также рекомендует учитывать, что высокая плотность посадки увеличивает восприимчивость, а для различных систем жилищного строительства она может быть разной.«Есть ли у птиц какие-либо негативные последствия, такие как выщипывание перьев или каннибализм, которые могут быть индикатором того, что у вас слишком много птиц в одном месте? Все это поможет вам понять, как вам нужно управлять своим стадом », — сказал он.

И, наконец, никогда не позволяйте цыплятам контактировать с взрослыми птицами, — подчеркнул Эллис. «Никогда не смешивайте стайки разного возраста. Молодые птицы более восприимчивы к болезням, а птицы постарше могут передать им болезнь », — добавил он.

Посетители, особенно неожиданные, представляют большой риск для болезнетворных агентов, проникших на ферму. Эллис сказал, что на некоторых фермах, о которых он говорил, были проблемы с людьми, которые видели цыплят на пастбищах и ходили оттуда за фотографиями для Instagram и Facebook. По словам Эллиса, это может быть проблемой, потому что «вы не знаете, что у них на подошве». Он рекомендует установить ограждение по периметру фермы, а также предупредительные знаки о том, что ферма активна, что посетители должны регистрироваться и что им нельзя находиться на пастбищах.

Ожидаемым посетителям следует помнить о нескольких вещах, — сказал Эллис. Многие фермеры любят проводить образовательные туры для нынешних или потенциальных фермеров, что является отличным способом обмена информацией, но также и отличным способом распространения возбудителей болезней. При работе с фермерами, у которых есть собственные птицы, попросите их носить свежий комплект одежды и обуви, которые не были на их собственном пастбище.

Эллис рекомендует структурировать туры по ферме следующим образом: «Делая туры, переходите от молодых птиц к старшим.Начни с брудера, а потом уходи на пастбище ». Это из соображений иммунитета. Например, если кто-то идет по пастбищу и наступает на навоз пожилой птице, которая, возможно, оправилась от чего-то, а затем проходит через брудер, птицы в брудере могут быть уязвимы и не иметь необходимого иммунитета. Он также рекомендует всем посетителям оставаться вне ограждений.

Обувь — наиболее распространенное занятие болезнетворными агентами, — сказал Эллис.Это относится к фермерам и всему персоналу, а также ко всем посетителям фермы. Очень важно иметь пару домашней обуви для каждого стада — одну для молодых птиц, другую для взрослых птиц, и держать их отдельно. Для посетителей иметь пластиковые одноразовые покрывала для ног.

также являются вариантом, они недороги и просты в изготовлении. Расположение ванночек для ног важно. «Я видел, как люди ходят прямо вокруг них», — сказал Эллис, который рекомендует ставить ванночки для ног в местах, где люди должны проходить через них, чтобы добраться до птиц.Он также рекомендует использовать знаки — столько, сколько необходимо, чтобы донести суть дела.

Транспортные средства всегда присутствуют на ферме, будь то доставка кормов или сбор продуктов. «Транспортные средства для доставки должны быть очищены и продезинфицированы, прежде чем они будут допущены на вашу ферму», — сказал Эллис. Также важно держать дороги отдельно от пастбищ — грузовики никогда не должны проезжать через районы, где будут находиться птицы.Парковка должна располагаться вдали от всех мест, с которыми могут контактировать птицы, поскольку шины являются источником загрязнения.

Оборудование и типы используемых материалов также могут быть источником загрязнения. Дерево пористое и может поглощать болезнетворные микроорганизмы. По словам Эллиса, лучше всего использовать пластик или металл, которые легко мыть и продезинфицировать. «Санитария — это не просто обрызгивание чего-либо водой», — добавил он. «Это комбинация очистки, при которой удаляются органические вещества, такие как грязь, перья и навоз, и дезинфекции, которая заключается в уничтожении микроорганизмов и патогенов.”

Ellis также рекомендует использовать одно и то же оборудование на протяжении всего срока поголовья и стараться не менять кормушки и поилки. Если этого нельзя избежать, продезинфицируйте все полностью.

Что касается навоза, основного пути передачи болезней домашней птицы, Эллис рекомендует компостировать навоз из брудера или птичников. Если стадо заболело, навоз нужно убрать и компостировать отдельно. Все лопаты и оборудование для его снятия необходимо тщательно продезинфицировать.

Корм ​​сам по себе может иметь большое значение для общей производительности и сохранения здоровья вашего стада, сказал Эллис, и это должен быть высококачественный корм, который хорошо хранится. Регулярно проверяйте корм на наличие плесени и вредителей и отслеживайте, как долго он хранился. Также важно убедиться, что птицу кормят правильно, в зависимости от вида, возраста и продукта, например, мяса или яиц. Эллис также рекомендует добавить витаминную смесь, которая покроет всю основу питания птицы.

«Вода также играет важную роль в сохранении здоровья стада», — сказал Эллис. «Постоянный доступ к чистой воде жизненно важен». Важно учитывать источник; проверьте источник воды, чтобы убедиться в отсутствии потенциально проблемных металлов или бактерий. Очищайте поилки как можно чаще, хотя бы раз в неделю, и не позволяйте воде стоять в течение какого-либо периода времени.

«Ваше окружение будет иметь большое значение для того, чтобы рассказать вам, как вы управляете своими птицами», — сказал Эллис.Он объяснил, что если на пастбище есть голая почва, птиц необходимо переместить, чтобы корма могли восстановиться. Некоторые болезнетворные агенты могут оставаться в почве годами — болезнь Марека может присутствовать в окружающей среде годами. Из-за этого важно избегать мест, где есть лужи, и дать пастбищу отдохнуть.

Хорошая новость, сказал Эллис, заключается в том, что при выращивании птицы на пастбище существует три естественных защиты от болезней: УФ-излучение от солнца, температура и время.Эта естественная система может исключать вирусы и патогены.

Визуальные признаки болезни часто проявляются до наступления смерти. Эллис — активный сторонник того, чтобы проводить время со стадом. «Поставьте ведро с кормом и наблюдайте за своим стадом 15 минут в день», — сказал он. «Если вы какое-то время выращиваете стада, вы будете знать, как выглядит их распорядок дня, а если что-то изменилось, это должно быть легко увидеть.”

Вот несколько общих признаков того, что что-то не так:

• Подавленная активность
• Перья с рюшами
• Проблемы с дыханием
• Диарея или другие проблемы с навозом
• Выделения из носа или наросты из глаз
• Падение потребления корма
• Припухлость вокруг суставов
• Падение производства

Если отмечена какая-либо из этих проблем, быстрое удаление птицы или птиц из стада необходимо не только для дальнейшего наблюдения за ними, но и для того, чтобы убедиться, что остальная часть стада не заразится.Переместите их в безопасное и надежное место с хорошей вентиляцией, с легким доступом к пище и воде. «Они должны быть там не менее 30 дней», — сказал Эллис. Посещайте эти карантинные места в последнюю очередь, когда выполняете хозяйственные работы, и используйте обувь, которая остается только в этой области.

Кроме того, если есть предупреждающие знаки, проконсультируйтесь с профессионалами, — сказал Эллис. В каждом штате есть диагностическая лаборатория.

«При планировании биобезопасности вся эта информация записывается на бумаге и применяется на вашей ферме», — сказал Эллис.Он рекомендует обрисовать в общих чертах конкретные практики, такие как частота и процедуры очистки; карта и план поворотов; иметь актуальный список всего персонала, допущенного на ферму; список контактной информации ветеринара; и процедуры отбора проб.

«Объединение всего этого очень важно, чтобы убедиться, что вы собираетесь иметь защиту от любых возможных болезней, которые могут быть у вас на ферме», — заключил Эллис.

Кредит для этой статьи предоставлен автору, как указано ниже:

Ганц, Андреа.«9 советов по биобезопасности пастбищных птиц». WATTAgNet.com , WATT Ag, 1 июня 2018 г., www.wattagnet.com/articles/34615-biosecurity-tips-for-pastured-poultry-flocks.

Общие инструменты, которые могут помочь в продвижении биобезопасности:

Мы включили несколько примеров и места, где можно купить эти товары. Большинство этих инструментов можно приобрести в местных магазинах и магазинах кормов, а также в Интернете.

Дезинфицирующие средства

Может использоваться для дезинфекции выводных площадок между партиями, а также может использоваться в ваннах для ног или на станциях дезинфекции.Дезинфицирующие средства рекомендуется менять два-три раза в год.

Предлагаемые дезинфицирующие средства:

VIRKON S —

можно наносить с помощью обратного распылителя или распылителя на конец шланга, после того как смесь будет правильно перемешана. Следует наносить на кормушки, емкости для воды, поилки и всю зону выращивания между партиями. Тракторы для цыплят, оборудование для выращивания и технологическое оборудование также можно дезинфицировать с помощью этого продукта.

Также можно использовать в ваннах для ног.

TEK-TROL- можно наносить обратным распылителем или распылителем на конце шланга после правильного смешивания. Следует наносить на кормушки, емкости для воды, поилки и всю зону выращивания между партиями. Тракторы для цыплят, оборудование для выращивания и технологическое оборудование также можно дезинфицировать с помощью этого продукта.

Также можно использовать в ваннах для ног.

TRAFFIC C.O.P. — можно использовать в ванночках для ног вместо влажного дезинфицирующего раствора.

Используется как сухой порошок для дезинфекции обуви, при входе и выходе из помещений, где выращивают домашнюю птицу, смывается водой.

ВИРОЦИД — можно наносить обратным распылителем или распылителем на конце шланга после правильного смешивания. Следует наносить на кормушки, емкости для воды, поилки и всю зону выращивания между партиями. Тракторы для цыплят, оборудование для выращивания и технологическое оборудование также можно дезинфицировать с помощью этого продукта.

Также можно использовать в ваннах для ног.

NEOGEN DC&R — , который в основном используется для дезинфекции птицеводческого оборудования, одобрен для использования в качестве дезинфицирующего средства для транспортных средств, а также для дезинфекции транспортных средств, которые въезжают и выезжают с ферм или пастбищ, где в настоящее время выращивают птиц.

Распылители на конце шланга или ранцевые распылители

Недорогие и простые инструменты для нанесения дезинфицирующих средств на поверхности и оборудование в перерывах между выращиванием.

Распылитель на конце шланга с дозатором

— путем регулировки шкалы унций / галлон дезинфицирующее средство может быть разбавлено до нужной нормы внесения.

Ручной насос S молитва

— можно использовать для нанесения дезинфицирующих средств на колеса транспортных средств или тракторов, шины, другие транспортные средства, оборудование и т. Д. При въезде или выезде с территории фермы или пастбищ.

Ванночки для ног

Простые емкости для дезинфицирующих средств. Это могут быть простые контейнеры или скрубберы для удаления органических веществ с подошв обуви. При входе в птичник, пастбищах или выходе из них, тракторы для цыплят помогут исключить возможность переноса органических веществ и возможное загрязнение из одной зоны в другую. Большинство ванн для ног требуют нового раствора и чистки один раз в неделю.

Резиновый подающий лоток

— может вместить галлон или более воды, смешанной с дезинфицирующим средством, для использования в качестве ванны для ног

Коврик для ног для ванны

— можно использовать для мытья обуви и обуви дезинфицирующим средством, при входе или выходе из зданий, домов или производственных участков, обычно в нем содержится около галлона смешанного дезинфицирующего раствора.

Эти простые шаги могут значительно помочь защитить ваших птиц от болезней и патогенов, с которыми они могут столкнуться.

Если у Вас возникнут вопросы, звоните нам!

541-928-8928

или посетите эти ресурсы для получения дополнительной информации:

http://smallfarms.oregonstate.edu/poultry

http://netvet.wustl.edu/birds.htm

https://tilth.org/event/pastured-poultry-production-networking-workshop/

Плохая биобезопасность может привести к вспышкам болезней среди популяций животных

Abstract

Подозреваются вспышки заболеваний, опосредованных человеком, из-за ненадлежащей практики биобезопасности при переработке животных в диких популяциях.Мы проверили, увеличивало ли отсутствие смены нитриловых перчаток между обработкой головастиков древесной лягушки ( Lithobates sylvaticus ) и отдельными лицами передачу патогена и последующую вызванную болезнями смертность, вызванную появляющимся патогеном, ранавирусом. Мы обнаружили, что отсутствие смены перчаток между обработкой инфицированных и неинфицированных головастиков приводит к передаче ранавируса и увеличивает риск смертности неинфицированных головастиков в 30 раз. Совместное содержание головастиков всего в течение 15 минут с 10% инфицированных особей привело к передаче ранавируса и 50% смертности неинфицированных головастиков.Более высокая смертность наблюдалась, когда распространенность инфекции совместного проживания составляла> 10%. Наши результаты показывают, что в популяциях диких животных возможны вспышки заболеваний, вызванных деятельностью человека, из-за ненадлежащей практики биобезопасности.

Образец цитирования: Gray MJ, Spatz JA, Carter ED, Yarber CM, Wilkes RP, Miller DL (2018) Низкая биобезопасность может привести к вспышкам заболеваний среди популяций животных. PLoS ONE 13 (3): e0193243. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0193243

Редактор: Джейк Керби, Университет Южной Дакоты, США

Поступило: 31 августа 2017 г .; Принята к печати: 7 февраля 2018 г .; Опубликован: 7 марта 2018 г.

Авторские права: © 2018 Gray et al.Это статья в открытом доступе, распространяемая в соответствии с условиями лицензии Creative Commons Attribution License, которая разрешает неограниченное использование, распространение и воспроизведение на любом носителе при условии указания автора и источника.

Доступность данных: Все соответствующие данные находятся в документе и его файлах с вспомогательной информацией.

Финансирование: Эта работа была поддержана Национальным институтом продовольствия и сельского хозяйства Министерства сельского хозяйства США (Hatch Project 1012932) для MJG и DLM.Спонсор не принимал участия в планировании исследования, сборе и анализе данных, принятии решения о публикации или подготовке рукописи.

Конкурирующие интересы: Авторы заявили, что конкурирующих интересов не существует.

Введение

Люди могут играть определенную роль в возникновении инфекционных заболеваний в популяциях животных. Обычно приводятся примеры, когда люди усиливают стрессоры в окружающей среде, которые ставят под угрозу иммунную систему хозяина, и загрязнение патогенами [1, 2].Загрязнение патогенами обычно определяется как опосредованная человеком транслокация нового патогена на большие географические расстояния с последующим высвобождением в наивную популяцию [2]. Примеры загрязнения патогенами включают появление Pseudogymnoascus destructans в популяциях летучих мышей Северной Америки и появление Batrachochytrium salamandrivorans в популяциях европейских саламандр [3, 4].

Еще один способ, с помощью которого люди могут изменить процессы заболевания в популяциях животных, — это облегчение передачи патогенов.В медицине человека существуют многочисленные случаи передачи ятрогенных патогенов между пациентами и медицинскими работниками из-за ненадлежащей практики биобезопасности [5–7]. Многие патогены очень заразны, поэтому такие практики, как совместное содержание животных, могут привести к передаче инфекции между инфицированными и неинфицированными людьми [8, 9]. Некоторые патогены также могут передаваться через кожу [10, 11], поэтому обращение с разными людьми без смены перчаток может облегчить передачу. Мы проверили возможность передачи патогенов через человека, если не менять перчатки при работе с инфицированными и неинфицированными земноводными, и если инфицированные и неинфицированные люди размещались вместе.В качестве модельной системы мы использовали высокотрансмиссивный патоген, ранавирус, который появляется во всем мире в популяциях экзотермических позвоночных [12].

Материалы и методы

Мы провели два эксперимента для этого исследования: один, в котором исследователь не менял смотровые перчатки при работе с животными, и второй, где инфицированные и неинфицированные животные содержались вместе в течение разного времени. Хотя биологи все чаще используют смотровые перчатки при работе с животными в дикой природе [13, 14], существует некоторый скептицизм по поводу их использования [15], и в некоторых случаях перчатки не меняют между животными (MJG, личное наблюдение).Также могут быть размещены отловленные животные. Например, головастиков-амфибий иногда помещают вместе в ведра, когда они обрабатываются для получения биологических данных или надзора за патогенами [16, 17]. Мы проводили эксперименты в контролируемой лабораторной среде в отделе исследований и обучения животных Джо Джонсона при Институте сельского хозяйства Университета Теннесси. Эксперименты проводились на личинках (головастиках) древесной лягушки ( Lithobates sylvaticus ), которые, как известно, очень чувствительны к используемому нами патогену [18].Мы вырастили головастиков из яичных масс, собранных в дикой природе в восточном Теннесси, США. Поскольку восприимчивость к ранавирусу может меняться на разных стадиях развития земноводных [19], мы начали эксперименты на стадии 30 по Госнеру [20], которая использовалась в качестве стандартной стадии разработки для проверки восприимчивости хозяина [18]. Перед экспериментом головастиков разводили в прудах и кормили коммерческим гранулированным кормом для рыбы. Мы провели все эксперименты с использованием химерного Frog virus 3 (FV3) -подобного ранавируса, первоначально выделенного в Джорджии, США [21, 22].Наши процедуры репликации вируса были описаны ранее [23].

Перчатка эксперимент

Мы разработали этот эксперимент с использованием перчаток (изменение или без изменений) и различных уровней распространенности инфекции. Для смены лечения мы носили смотровые перчатки из нитрила и меняли их между работой с каждым человеком. Это лечение сочеталось с двумя методами лечения распространенности инфекции (10 и 40%). Для лечения без изменений мы носили нитриловые перчатки, но их не меняли между людьми.Это лечение сочеталось с четырьмя видами лечения распространенности инфекции (5, 10, 20 и 40%). Каждое лечение повторяли пять раз, и каждый повтор состоял из обработки 20 головастиков (20 головастиков на повтор x 5 повторов x 6 обработок), всего 600 головастиков. Двадцать контрольных головастиков также были включены в исследование и испытали идентичные процедуры обработки. Обработка включала обращение с головастиком (среднее значение = 11,5, стандартное отклонение = 3,8 секунды) и взятие мазка с его ротового аппарата. Взятие мазков — распространенный метод несмертельного отбора проб, используемый для тестирования различных патогенов герпетофауны [17, 24].Мы гарантировали заражение, подвергая головастиков, обозначенных как инфицированные, 10 ³ бляшкообразующих единиц (БОЕ) FV3-подобного ранавируса на мл воды, что является концентрацией выше смертельной дозы (LD) -50 для головастиков древесных лягушек [ 18, 25]. Мы подвергали головастиков индивидуальному воздействию вируса (всего 10 ⁶ БОЕ) в 2-литровых контейнерах с 1 л дехлорированной городской воды в течение 72 часов. После этого головастиков переносили в контейнеры на 2 л с 1 л безвирусной дехлорированной воды до начала эксперимента через три дня.В нашей предыдущей работе было высказано предположение, что через шесть дней после контакта с ранавирусом и в той дозе, которую мы использовали, может возникнуть системная инфекция у головастиков лесной лягушки [18]. Положение инфицированного головастика во время обработки зависело от лечения. При обработке 5% был инфицирован первый из 20 обработанных головастиков. Для остальных обработок головастиков систематически помещали с равным количеством неинфицированных головастиков между ними. Следовательно, при 10% -ной обработке были инфицированы первые ^{и 10 обработанных} головастиков.Чтобы свести к минимуму возможность заражения, трое исследователей работали с животными: один человек работал с инфицированными головастиками, один человек работал с неинфицированными головастиками, а один человек брал мазки с людей и либо менял, либо не менял перчатки. Каждого головастика вынимали из его 2-литрового контейнера, временно помещали в чашку Петри и доставляли исследователю, выполнявшему мазок. Новое бумажное полотенце было помещено на рабочее место четвертым исследователем между каждым головастиком во время лечения, а рабочая поверхность обеззараживалась 1% нолвасаном® (Zoetis, Parsippany, NJ, USA) между каждым лечением [26].После мазка с неинфицированных головастиков их возвращали в новые контейнеры емкостью 2 л с 1 л дехлорированной воды, после чего контейнеры и воду меняли каждые три дня, а выживаемость контролировали в течение 14 дней, что является достаточным сроком для того, чтобы ранавирусная болезнь могла протекать. развиваются у головастиков древесных лягушек [18]. Мы усыпили всех первоначально инфицированных головастиков после завершения мазка и проверили инфекцию с помощью количественной ПЦР (КПЦР, обсуждается ниже). В рамках лечения без изменений мы также протирали перчатки для доказательства выделения вируса после обработки последнего (20 ^-го ) головастика для каждой повторности.Когда люди умирали или в конце эксперимента, мы выполняли вскрытия трупов, собирали гомогенат ткани почек и печени для тестирования на ранавирусную инфекцию с помощью кПЦР и выполняли гистопатологию на поперечных срезах печени для подтверждения ранавирусного заболевания [27].

Эксперимент по совместному размещению

Мы разработали этот эксперимент с тремя видами лечения продолжительностью совместного проживания (15, 30 и 60 минут) и тремя видами лечения распространенности инфекции (10%, 20% и 40%). Эти обработки были скрещены в общей сложности для девяти лечебных комбинаций, каждая из которых повторялась пять раз.Повторение представляло собой ведро объемом 19 л, наполненное 4 л воды, что соответствует типичным условиям временного содержания головастиков, пойманных в дикой природе [16]. В каждом ведре было по 10 головастиков с указанным выше процентом заражения. Например, 2 из 10 головастиков были инфицированы при лечении с распространенностью 20%. Во многих сценариях полевого отбора проб 10 головастиков на ведро представляют собой низкую плотность совместного содержания. Общее количество головастиков, использованных в этом эксперименте, составляло 450 (9 обработок x 5 повторных ведер x 10 головастиков на ведро).Заражение головастиков, обозначенных как инфицированные, гарантировалось с соблюдением тех же процедур, что и в эксперименте с перчатками. Мы содержали вместе неинфицированных и инфицированных головастиков в течение 15, 30 или 60 минут, что является разумным диапазоном продолжительности совместного содержания при отборе проб в дикой природе. Перед совместным размещением мы отрезали у зараженных головастиков небольшую часть хвоста, чтобы их можно было идентифицировать. По истечении срока совместного содержания мы усыпили всех первоначально инфицированных головастиков и подтвердили наличие инфекции с помощью количественной ПЦР. Неинфицированных головастиков, живущих вместе, вынимали из ведер с индивидуальными сетками и помещали в отдельные 2-литровые контейнеры с 1 л дехлорированной городской воды, после чего наблюдали за их выживанием в течение 14 дней.По мере того, как люди умирали, и в конце эксперимента мы вскрывали головастиков, использовали гомогенат ткани печени и почек для тестирования на ранавирусную инфекцию и выполнили гистопатологию образцов печени для подтверждения ранавирусного заболевания. Мы также наблюдали за 10 контрольными головастиками (одно повторное ведро) в тех же условиях совместного содержания и подтвердили отсутствие инфекции с помощью КПЦР.

Тестирование на патогены

Наша цель при тестировании на патогены заключалась в том, чтобы убедиться, что инфекция ранавируса связана с наблюдаемыми событиями смертности.Поскольку в этом исследовании использовалось большое количество головастиков, мы протестировали три из пяти случайных повторов для каждого лечения в эксперименте, что составляло 360 и 270 головастиков для экспериментов с перчатками и совместного проживания, соответственно. Мы экстрагировали геномную ДНК из гомогената ткани печени и почек с использованием набора DNeasy Blood and Tissue Kit (Qiagen, Hilden, Германия). Перед анализом кПЦР мы элюировали 100 мкл экстрагированной ДНК и количественно определили количество ДНК, присутствующей в каждом образце. Мы использовали модель ABI 7900HT Fast Real-Time PCR System (Life Technologies, Карлсбад, Калифорния, США) для тестирования образцов на ДНК ранавируса с использованием праймеров для ПЦР и зонда, нацеленного на область 70 п.н. главного капсидного белка ранавируса [28, 29] .Мы считали образец инфицированным, если значение порога цикла qPCR (CT) было меньше 32 на основе стандартизированной оптимизации с известными количествами ранавируса. Для каждого анализа количественной ПЦР мы запускали каждый экстрагированный образец ДНК в двух экземплярах вместе с 2 положительными контролями (т.е. положительной вирусной ДНК и вирусной ДНК от ранавирус-положительной амфибии) и 2 отрицательными контролями (т.е. ДНК от отрицательной на ранавирус амфибии и образцом, содержащим только вода молекулярной чистоты [27]). Данные о выживаемости и количественной ПЦР для экспериментов с перчатками и совместного проживания представлены в файлах S1 Dataset и S2 Dataset соответственно.

Гистопатология

Для каждого вскрытия животного использовали разные наборы автоклавированных инструментов. После сбора образцов печени и почек для анализа ПЦР оставшееся животное помещали в 10% нейтральный забуференный формалин. Ткань печени, фиксированная формалином, обычно обрабатывалась для гистопатологии в диагностической лаборатории Ветеринарного медицинского центра Университета Теннесси, залита парафиновыми блоками, срезов размером примерно 5 мкм на предметные стекла, которые затем были окрашены гематоксилином и эозином и исследованы с помощью световой микроскопии для получения доказательств. ранавирусной болезни [27].

Представление данных и статистический анализ

Мы оценили функции выживаемости для всех обработок с использованием метода Каплана-Мейера и использовали лог-ранговый тест, чтобы определить, существуют ли статистические различия (α = 0,05) среди кривых выживаемости [30]. Когда существовали различия, мы оценивали отношения рисков (то есть мгновенный уровень смертности) для каждого лечения как индекс риска смертности, используя модель пропорциональных рисков Кокса [31, 32]. Все анализы выживаемости были выполнены с использованием R (v.3.3) статистическое программное обеспечение (https://www.r-project.org). Код для анализа выживаемости представлен в файлах кода S1 и кода S2 для экспериментов с перчатками и совместного проживания, соответственно. Мы сообщили о результатах распространенности инфекции при лечении в соответствии с судьбой людей (клиническая инфекция = умер, инфицирован; субклиническая инфекция = выжил, инфицирован; побочная смертность = умер, неинфицирован; и устойчивый = выжил, не инфицирован). Мы также сообщили о средних вирусных нагрузках на перчатки, которые не были изменены для каждого лечения распространенности инфекции, и проверили различия с использованием однофакторного дисперсионного анализа.

Заявление об этике

Все процедуры содержания и эвтаназии, описанные в данном документе, соответствовали международным стандартам Ассоциации по оценке и аккредитации лабораторных животных и рекомендациям, содержащимся в Справочнике по ресурсам по содержанию амфибий Ассоциации зоопарков и аквариумов и Руководстве по эвтаназии, опубликованном американскими изданиями. Ветеринарная медицинская ассоциация. Все мероприятия были одобрены Комитетом по уходу и использованию животных (IACUC) Университета Теннесси-Ноксвилл (ЮТК, протокол № 2357).Сбор яичных масс из дикой природы был одобрен в соответствии с Разрешением на научную коллекцию Агентства ресурсов дикой природы Теннесси № 1990 и соответствовал протоколам сбора и транспортировки, описанным в утвержденном протоколе UTK IACUC № 2357.

Результаты

Перчатка эксперимент

Выживаемость значительно различалась при лечении перчатками ( ² ₍₆₎ = 328, P <0,001; рис. 1A). Выживаемость контрольных животных не отличалась от лечения сменой перчаток ( ² ₍₁₎ = 0.2, P = 0,68), поэтому контроли были удалены из дальнейших анализов, чтобы позволить прямое сравнение между обработками без изменений. Отсутствие смены перчаток увеличивало риск гибели неинфицированных головастиков почти в 30 раз по сравнению со сменой перчаток между животными (Таблица 1, Рис. 2). Увеличение числа инфицированных обработанных особей с 10% до 40% увеличивало риск смертности неинфицированных головастиков в 2,4 раза (таблица 1, рис. 2). Однако, если перчатки не менялись, увеличение числа инфицированных лиц, подвергшихся обработке, с 5–40% увеличивало риск смертности неинфицированных лиц в 5–13 раз (таблица 2, рис. 3).

Рис. 1.

(A) Выживаемость неинфицированных головастиков лесной лягушки ( Lithobates sylvaticus ), которые были обработаны с инфицированными головастиками на разных уровнях распространенности инфекции при смене перчаток и без нее, (B) соответствующая смертность и распространенность инфекции для 3 из них. 5 повторностей в (A), (C) выживаемость неинфицированных головастиков лесной лягушки, которые были размещены вместе с инфицированными головастиками на разных уровнях распространенности инфекции и в течение разной продолжительности, (D) соответствующая смертность и распространенность инфекции для 3 из 5 повторений в ( C).

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0193243.g001

Рис. 2. Функции выживания неинфицированных головастиков древесной лягушки ( Lithobates sylvaticus ), которые обрабатывались с и без смены перчаток (да, нет) на двух известные уровни распространенности ранавирусной инфекции (10%, 40%).

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0193243.g002

Таблица 1. Разница в мгновенном уровне смертности (т. е. коэффициенте опасности) неинфицированных головастиков древесной лягушки ( Lithobates sylvaticus ), которые были обработаны со сменой перчаток и без нее (да vs.нет) на двух известных уровнях распространенности ранавирусной инфекции (10% против 40%).

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0193243.t001

Таблица 2. Разница в мгновенном уровне смертности (т. е. коэффициенте опасности) неинфицированных головастиков древесной лягушки ( Lithobates sylvaticus ), которые были обработаны без смены перчаток при четырех известных уровнях распространенности ранавирусной инфекции.

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0193243.t002

Количественная ПЦР подтвердила, что 85% инфицированных людей умерли и 15% выжили с субклиническими инфекциями через 14 дней (рис. 1B).Ранавирусное заболевание, включая некроз печени и тельца включения вируса, было подтверждено гистопатологией (рис. 4). В случае лечения без изменений на перчатках обнаруживалось значительно больше вируса, когда инфицировано> 5% обработанных лиц (рис. 5). Небольшая часть (2%) обработанных головастиков умерла без обнаруживаемой инфекции (рис. 1B). Также погибли два контрольных головастика, но они не были инфицированы. Интересно, что некоторая передача произошла при лечении сменой перчаток (11% инфекции в сумме для обоих вариантов лечения), что привело к примерно 7% общей смертности (т.е., сумма черных полос по изменению обработок на рис. 1B). Все головастики, подвергшиеся действию ранавируса, который мы обработали как инфицированных особей, были инфицированы ранавирусом и содержали высокие вирусные нагрузки в печени и почках (среднее значение = 1569, SE = 252 БОЕ на 0,25 мкг гДНК).

Рис. 4.

Срезы печени контрольного животного (A) и ранавирусных qPCR-положительных животных, демонстрирующих ранавирусное заболевание (B-D). (B) Некроз кроветворных клеток (стрелки) и дегенерация и некроз гепатоцитов (наконечники стрелок) в печени амфибии, размещенной в течение 60 минут в контейнере, где 40% земноводных были инфицированы ранавирусом.(C) Диффузный некроз гемопоэтических клеток (стрелки) и гепатоцитов (наконечники стрелок) в печени земноводных, обработанной в моделировании взятия мазка, где 10% земноводных были инфицированы ранавирусом, а перчатки не были заменены во время обработки. (D) Внутрицитоплазматические тельца включения (вставка) и диффузный некроз гемопоэтических клеток и гепатоцитов в печени земноводных, обработанных в моделировании мазка, где 40% земноводных были инфицированы ранавирусом, а перчатки не были заменены во время обработки.Окрашивание гематоксилином и эозином. Пруток равен 50 мкм.

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0193243.g004

Рис. 5. Порог цикла (КТ) для количественной ПЦР мазков, взятых из перчаток, при четырех известных уровнях распространенности ранавируса после заражения древесной лягушки ( Lithobates sylvaticus ) головастиков обработали.

Низкий CT соответствует более высокой вирусной нагрузке; разные буквы над полями указывают на существенные различия, полученные при помощи ANOVA и апостериорного сравнительного теста Тьюки.

https: // doi.org / 10.1371 / journal.pone.0193243.g005

Эксперимент по совместному размещению

Выживаемость значительно различалась среди методов совместного проживания (Χ ² ₍₈₎ = 57, P <0,001; рис. 1C). Совместное содержание 10 головастиков в течение 15, 30 или 60 минут, когда была инфицирована только одна особь, привело к 50–75% смертности неинфицированных головастиков через 14 дней (рис. 1C). Если два из 10 головастиков были инфицированы, средняя смертность неинфицированных головастиков среди периодов совместного содержания составляла 86%.Если 40% головастиков были инфицированы, средняя смертность неинфицированных головастиков составляла 93% (рис. 1C). Риск смертности для неинфицированных особей удваивался и утроился, если были инфицированы 20% и 40% головастиков, находящихся в совместном размещении, соответственно, по сравнению с тем, когда были инфицированы только 10% (таблица 3, рис. 6). Не было различий в риске смерти среди продолжительности совместного проживания (Таблица 3).

Таблица 3. Разница в мгновенном уровне смертности (т.е. соотношении рисков) для неинфицированных головастиков лесной лягушки ( Lithobates sylvaticus ), которые были размещены вместе с инфицированными головастиками в течение трех периодов времени и трех известных уровней распространенности инфекции ранавирусом.

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0193243.t003

Количественная ПЦР подтвердила, что 91% инфицированных людей умерли и 8% выжили с субклиническими инфекциями через 14 дней (рис. 1D). Ранавирусное заболевание, включая некроз печени и тельца включения вируса, было подтверждено гистопатологией (рис. 4). Небольшая часть (1%) проживающих в одном доме особей умерла без обнаруживаемой инфекции (рис. 1D), и ни одно контрольное животное не погибло или не было инфицировано. Все головастики, подвергшиеся действию ранавируса, которые мы использовали в качестве инфицированных особей в ведрах совместного проживания, были инфицированы ранавирусом и содержали высокую вирусную нагрузку в их печени и почках (среднее значение = 26933 SE = 1837 БОЕ на 0.25 мкг гДНК).

Обсуждение

Наше исследование демонстрирует, что неэффективные методы биобезопасности могут увеличить передачу патогенов и связанную с болезнями смертность у диких земноводных, которые обрабатываются в рамках рутинных эпидемиологических и биологических исследований. Отсутствие смены перчаток между обработкой инфицированных земноводных увеличивало риск смерти неинфицированных особей в 30 раз. Некоторая передача ранавируса и смертность (~ 7%) также имели место при смене перчаток между животными, что свидетельствует о том, что даже в контролируемых лабораторных условиях существует риск передачи патогенов среди обработанных лиц.Совместное содержание инфицированных земноводных с неинфицированными особями при низкой плотности населения в течение 15–60 минут увеличивало смертность, связанную с заболеванием, на 50–95%. В совокупности эти результаты подчеркивают важность надлежащей практики биобезопасности при обработке земноводных в полевых или лабораторных условиях, если присутствуют патогены.

Несколько исследователей, изучающих земноводных, выступали за использование одной перчатки для каждого обработанного животного [17, 33, 34]; однако биологи неохотно меняют перчатки между животными из-за высокой стоимости или образования отходов [13].Кроме того, некоторые смотровые перчатки обладают антимикробными свойствами против определенных патогенов. Например, гриб Batrachochytrium dendrobatidis был инактивирован на нитрильных и виниловых перчатках менее чем за 1 мин; однако этот эффект уменьшался, если перчатки промывались водой или использовались латексные или полиуретановые перчатки [13]. Хотя нитриловые перчатки, использованные в нашем эксперименте, могли обладать противовирусными свойствами, на них явно оставалось достаточно вируса, чтобы облегчить передачу большому проценту обработанных головастиков.Кроме того, вирус был обнаружен на наших перчатках с помощью количественной ПЦР после обработки людей. Отсутствие смены перчаток также может способствовать загрязнению образцов и увеличению ложноположительных результатов количественной ПЦР [35].

Использование голых рук было предложено в качестве альтернативы перчаткам, поскольку человеческие руки обладают естественными антимикробными свойствами, а их температура может способствовать инактивации некоторых патогенов [13]. Однако патогены сохраняются на голых руках дольше, чем на смотровых перчатках [13, 36, 37], и перчатки могут защитить исследователей от патогенов в окружающей среде или на животных, являющихся зоонозами [33].Голые руки также могут повлиять на качество пробы. Например, качественная РНК в слизистой оболочке амфибий была выше в образцах, когда животных обрабатывали в перчатках, чем при обработке голыми руками [38].

Наши результаты также показывают, что смена перчаток между каждым животным все еще может приводить к случайной передаче патогенов. Несколько исследований в области медицины документально подтвердили, что руки и одежда медицинских работников могут быть загрязнены, даже если халаты носят и перчатки часто меняют [39].Было показано, что использование двойных перчаток снижает вероятность передачи патогенов во время ларингоскопии и интубации [40]. Gray et al. [17] предположили, что одноразовый пластиковый пакет, обернутый вокруг руки в перчатке, может функционировать аналогично двойной перчатке.

Погружение перчаток в дезинфицирующее средство между обработкой животных или ношение перчаток с дезинфицирующими средствами, покрытыми производственным покрытием, может снизить передачу ятрогенных патогенов [17, 41, 42]; однако эти методы могут иметь токсическое воздействие на диких животных.Ополаскивание перчаток дистиллированной водой перед использованием может снизить токсическое воздействие перчаток на земноводных [14], но также снижает их антимикробные свойства. Cashins et al. [43] предупредили о возможном токсическом воздействии перчаток на земноводных; однако позже эта группа исследователей опубликовала, что преимущества использования перчаток превышают возможные отрицательные эффекты [14]. Действительно, в нашем эксперименте мы наблюдали некоторую контрольную смертность (8%), возможно, связанную с обработкой, но риск смерти от случайной передачи ранавируса был примерно в 30 раз выше, если бы перчатки не менялись.Gray et al. [17] рекомендовали менять перчатки между обработками герпетофауны, что подтверждают наши данные.

Совместное содержание неинфицированных и инфицированных головастиков также привело к значительной передаче ранавируса и повышению смертности по сравнению с контрольными животными на 50–93%. Пятнадцати минут было достаточно, чтобы увеличить смертность на 50–75%. Изоляция является стандартной процедурой для животных, находящихся на карантине или в неволе с неизвестным инфекционным статусом [44]; однако в дикой природе эта процедура использовалась реже.Gray et al. [17] предоставили несколько рекомендаций о том, как изолировать виды герпетофауны, чтобы предотвратить передачу ятрогенных патогенов во время биологической обработки.

Наши результаты демонстрируют явное негативное воздействие на земноводных, обрабатываемых с использованием ненадлежащих методов биозащиты; однако неизвестно, приведет ли выпуск этих животных в дикую природу к вспышке болезни в популяции. Исход заболевания, вероятно, будет следствием вирулентности патогена, плотности хозяев и условий окружающей среды [45].Для FV3-подобных ранавирусов в популяциях древесных лягушек разумно предвидеть последующую вспышку, поскольку этот вид очень чувствителен к ранавирусу [18], головастики существуют в высокой плотности [46], и патоген может передаваться через прямой контакт. , воздействие загрязненной воды или отложений, а также некрофагия [11, 47]. Кроме того, устойчивость FV3-подобных ранавирусов вне хозяина в окружающей среде, вероятно, составляет не менее одной недели [48, 49]. Было случайно высказано предположение, что строгие меры биобезопасности не нужны, если патоген уже существует в популяции диких животных (MJG, личное наблюдение).В целом мы не согласны с этой рекомендацией, потому что во многих случаях переработка животных увеличивает вероятность передачи патогенов по сравнению с эндемическими уровнями, что может способствовать началу эпидемии в дикой природе. Как ответственные ученые и специалисты по природным ресурсам, мы должны применять осмотрительные методы биобезопасности, которые приводят к минимальному воздействию на популяции животных, которые мы изучаем [17].

Благодарности

Мы благодарим доктора Бобби Симпсона и Роджера Лонга из Института сельского хозяйства Университета Теннесси за логистическую поддержку и использование лабораторного оборудования.Мы благодарим Эллисон Грэм и Дженнифер Ховард за помощь в животноводстве и вскрытии трупов. Мы также благодарны доктору Давиду Лесбарреру и одному анонимному рецензенту за комментарии, которые улучшили нашу рукопись.

Ссылки

1. 1. Роллинз-Смит Л.А. Иммунитет земноводных — стресс, болезни и изменение климата. Dev Comp Immunol. 2017; 66: 111–9. http://dx.doi.org/10.1016/j.dci.2016.07.002. pmid: 27387153
2. 2. Каннингем А.А., Дашак П., Родригес Дж. П.Загрязнение патогенами: определение паразитологической угрозы для сохранения биоразнообразия. J Parisitol. 2003; 89 (доп.): S78 – S83.
3. 3. Martel A, Blooi M, Adriaensen C, Van Rooij P, Beukema W, Fisher MC и др. Недавнее занесение хитрид-гриба представляет опасность для западно-палеарктических саламандр. Наука. 2014; 346 (6209): 630–1. WOS: 000343799700048. pmid: 25359973
4. 4. Леопарди С., Блейк Д., Пуэчмайл С.Дж. Грибок синдрома белого носа завезен из Европы в Северную Америку.Curr Biol. 2015; 25 (6): R217–9. Epub 2015/03/19. pmid: 25784035.
5. 5. Тарантола А., Абитебул Д., Рахлин А. Риски заражения в результате случайного контакта с кровью или биологическими жидкостями у медицинских работников: обзор патогенов, передаваемых в опубликованных случаях. Am J Infect Control, 2006; 34 (6): 367–75. Epub 2006/08/01. pmid: 16877106.
6. 6. Педроса ПБ, Кардосо Т.А. Вирусные инфекции у работников больниц и исследовательских лабораторий: сравнительный обзор способов заражения и соответствующих аспектов биобезопасности.Int J Infect Dis. 2011; 15 (6): e366–76. Epub 2011/04/19. pmid: 21497126.
7. 7. Е Д, Шань Дж, Хуанг И, Ли Дж, Ли Ц, Лю Х и др. Вспышка устойчивой к имипенемам Acinetobacter baumannii , связанной с перчатками, в отделении интенсивной терапии в Гуандуне, Китай. BMC Infect Dis. 2015; 15: 179. Epub 2015/04/18. pmid: 25886493; Идентификатор PubMed Central PMCID: PMCPmc4415246.
8. 8. Офицер K, Lan NT, Wicker L, Hoa NT, Weegenaar A, Robinson J и др. Ящур у азиатских черных медведей ( Ursus thibetanus ).J Vet Diagn Invest. 2014. 26 (5): 705–13. Epub 2014/08/20. pmid: 25135011.
9. 9. Герхольд Р., Хиклинг Г. Заболевания, связанные с перемещением цервид в неволе в Северной Америке. Wildl Soc Bull. 2016; 40 (1): 25–31.
10. 10. Килпатрик AM, Бриггс CJ, Дашак П. Экология и влияние хитридиомикоза: новая болезнь земноводных. Trends Ecol Evol. 2010. 25 (2): 109–18. Epub 2009/10/20. pmid: 19836101.
11. 11. Бруннер Дж. Л., Сторфер А., Грей М. Дж., Ховерман Дж. Т..Экология и эволюция ранавируса: от эпидемиологии к исчезновению. В: Грей М.Дж., Чинчар В.Г., редакторы. Ранавирусы: смертельные патогены экзотермических позвоночных. Springer International Publishing; 2015. с. 71–104. https://doi.org/10.1007/978-3-319-13755-1
12. 12. Грей М.Дж., Чинчар В.Г., редакторы. Ранавирусы: смертельные патогены экзотермических позвоночных. 1-е изд: Springer International Publishing; 2015. https://doi.org/10.1007/978-3-319-13755-1
13. 13. Мендес Д., Уэбб Р., Бергер Л., Спир Р.Выживание хитридного гриба амфибий Batrachochytrium dendrobatidis на голых руках и перчатках: гигиенические последствия при обращении с амфибиями. Dis Aquat Organ. 2008. 82 (2): 97–104. Epub 2009/01/20. pmid: 172.
14. 14. Грир А., Шок Бруннер Дж., Джонсон Пикко, Кэшинс С. и др. Руководство по безопасному использованию одноразовых перчаток с личинками земноводных в свете патогенов и возможных токсических эффектов. Herpetol Rev.2009; 40 (2): 145–7.
15. 15. Gutleb AC, Bronkhorst M, van den Berg JH, Murk AJ.Латексные лабораторные перчатки: неожиданная ловушка в тестах на токсичность амфибий с головастиками. Environ Toxicol Pharmacol. 2001. 10 (3): 119–21. Epub 2001/07/01. pmid: 21782566.
16. 16. Грей MJ, Чемберлен MJ, Бюлер Д.А., Саттон В.Б. Мониторинг и оценка дикой природы водно-болотных угодий. В: Андерсон Дж. Т., Дэвис Калифорния, редакторы. Методы водно-болотных угодий. 2. Секакус, Нью-Джерси, США: Спрингер; 2013. с. 265–318
17. 17. Грей М.Дж., Даффус А., Хаман К.Х., Харрис Р., Аллендер М., Томпсон Т.А. и др.Эпиднадзор за патогенами в популяциях герпетофауны: руководство по дизайну исследования, сбору образцов, биобезопасности и стратегиям вмешательства. Herpetol Rev.2017; 48: 334–51.
18. 18. Ховерман Дж. Т., Грей М. Дж., Хейслип Н. А., Миллер Д. Л.. Филогения, история жизни и экология вносят свой вклад в различия в восприимчивости амфибий к ранавирусам. EcoHealth. 2011; 8 (3): 301–19. WOS: 000301184200007. pmid: 22071720
19. 19. Haislip NA, Gray MJ, Hoverman JT, Miller DL. Развитие и болезнь: как восприимчивость к возникающим патогенам изменяется в результате развития ануранов.PLoS One. 2011; 6 (7): 6. WOS: 000293097300030. pmid: 21799820
20. 20. Госнер К.Л. Упрощенная таблица для стадирования эмбрионов и личинок бесхвостых амур с примечаниями по идентификации. Herpetologica. 1960; 16: 183–90. ZOOREC: ZOOR09700000530.
21. 21. Миллер Д.Л., Раджив С., Грей М.Дж., Болдуин, Калифорния. Заражение вирусом лягушки 3, культивируемые американские лягушки-быки. Emerging Infect Dis. 2007. 13 (2): 342–3. PMC2725843. pmid: 17479910
22. 22. Claytor SC, Subramaniam K, Landrau-Giovannetti N, Chinchar VG, Gray MJ, Miller DL и др.Филогеномика ранавируса: признаки рекомбинации и инверсии среди изолятов ранакультуры лягушки-быка. Вирусология. 2017; 511: 330–343. pmid: 28803676
23. 23. Ховерман Дж. Т., Грей М. Дж., Миллер Д. Л.. Чувствительность бесхвостых к ранавирусам: роль видовой принадлежности, путь воздействия и новый изолят вируса. Dis Aquat Organ. 2010. 89 (2): 97–107. Epub 2010/04/21. pmid: 20402227.
24. 24. Реталлик Р.В., Миера В., Ричардс К.Л., Филд К.Дж., Коллинз Дж.П. Несмертельный метод обнаружения хитриевого гриба Batrachochytrium dendrobatidis на головастиках.Dis Aquat Organ. 2006. 72 (1): 77–85. Epub 2006/10/28. pmid: 17067076.
25. 25. Варн Р.В., Креспи Э.Дж., Бруннер Дж.Л. Побег из пруда: стресс и реакции развития на ранавирусную инфекцию у головастиков лесной лягушки. Funct Ecol. 2011; 25 (1): 139–46.
26. 26. Брайан Л.К., Болдуин, Калифорния, Грей М.Дж., Миллер Д.Л. Эффективность выбранных дезинфицирующих средств при инактивации ранавируса. Dis Aquat Organ. 2009. 84 (2): 89–94. Epub 2009/05/30. pmid: 19476278.
27. 27. Миллер Д.Л., Песье А.П., Хик П., Уиттингтон Р.Дж.Сравнительная патология ранавирусов и методы диагностики. В: Грей М.Дж., Чинчар В.Г., редакторы. Ранавирусы: смертельные патогены экзотермических позвоночных. Springer International Publishing; 2015. с. 171–208. https://doi.org/10.1007/978-3-319-13755-1
28. 28. Грей MJ, Миллер DL, Hoverman JT. Надежность нелетальных методов наблюдения для выявления ранавирусной инфекции. Dis Aquat Org. 2012; 99 (1): 1–6. WOS: 00030404

    01. pmid: 22585297

29. 29. Пикко AM, Бруннер JL, Коллинз JP.Восприимчивость калифорнийской тигровой саламандры, находящейся под угрозой исчезновения, Ambystoma californiense , к ранавирусной инфекции. J Wildl Dis. 2007. 43 (2): 286–90. WOS: 000247129600015. pmid: 17495315
30. 30. Ягер К.Дж., ван Дейк П.К., Зоккали С., Деккер Ф.В. Анализ данных выживаемости: метод Каплана-Мейера. Kidney Int. 2008. 74 (5): 560–5. Epub 2008/07/04. pmid: 18596735.
31. 31. Кокс DO D.R. Анализ данных о выживании: Чепмен и Холл; 1984. 212 с.
32. 32.Грей М.Дж., Бруннер Дж.Л., Эрл Дж.Э., Ариэль Э. Дизайн и анализ исследований ранавируса: надзор и оценка риска. В: Грей М.Дж., Чинчар В.Г., редакторы. Ранавирусы: смертельные патогены экзотермических позвоночных. Springer International Publishing; 2015. с. 209–40. https://doi.org/10.1007/978-3-319-13755-1
33. 33. Филлотт А.Д., Спир Р., Хайнс Н.Б., Скерратт Л.Ф., Мейер Э., Макдональд К.Р. и др. Сведение к минимуму контакта земноводных с патогенами во время полевых исследований. Dis Aquat Organ.2010. 92 (2–3): 175–85. Epub 29.01.2011. pmid: 21268979.
34. 34. Schmeller DS, Loyau A, Dejean T., Miaud C. Использование земноводных в лабораторных исследованиях: меры предосторожности против возникающего инфекционного заболевания — хитридиомикоза. Lab Anim. 2011; 45 (1): 25–30. Epub 2010/11/16. pmid: 21075827.
35. 35. Скерратт Л.Ф., Мендес Д., Макдональд К.Р., Гарланд С., Ливингстон Дж., Бергер Л. и др. Валидация диагностических тестов в дикой природе: случай хитридиомикоза у диких амфибий. J Herpetol.2011; 45 (4): 444–50. WOS: 000305873

    8.

36. 36. Грин С., Вадламуди Г., Айзенберг М., Фоксман Б., Купман Дж., Си С. Эффективность переноса фомита на подушечку пальца (захват и отложение) Acinetobacter baumannii — с латексной перчаткой и без нее. Am J Infect Control. 2015; 43 (9): 928–34. http://dx.doi.org/10.1016/j.ajic.2015.05.008. pmid: 26141689
37. 37. Монаган Дж. М., Хатчисон МЛ. Неэффективное мытье рук и заражение моркови после использования уборной в поле.Lett Appl Microbiol. 2016; 62 (4): 299–303. Epub 2016/01/23. pmid: 26797849.
38. 38. Робертсон LS, Fellers GM, Marranca JM, Kleeman PM. Анализ экспрессии и идентификация транскриптов антимикробных пептидов шести видов североамериканских лягушек. Dis Aquat Organ. 2013. 104 (3): 225–36. Epub 2013/06/14. pmid: 23759560.
39. 39. Tomas ME, Kundrapu S, Thota P, Sunkesula VC, Cadnum JL, Mana TS и др. Загрязнение медицинского персонала при снятии средств индивидуальной защиты.JAMA Intern Med. 2015; 175 (12): 1904–10. Epub 2015/10/13. pmid: 26457544.
40. 40. Бирнбах Д. Д., Розен Л. Ф., Фицпатрик М., Карлинг П., Архарт К. Л., Муньос-Прайс Л. С.. Двойные перчатки: рандомизированное испытание для оценки простой стратегии уменьшения загрязнения в операционной. Anesth Analg. 2015; 120 (4): 848–52. Epub 2014/05/20. pmid: 24836472.
41. 41. Reitzel R, Rosenblatt J, Jiang Y, Hachem R, Raad I. Одноразовые женские противомикробные перчатки для предотвращения передачи патогенов в медицинских учреждениях.Am J Infect Control. 2014; 42 (1): 55–9. http://dx.doi.org/10.1016/j.ajic.2013.07.005. pmid: 24388469
42. 42. О Дж. К., Раписанд В., Чжан М., Йегин Ю., Мин И., Кастильо А. и др. Модификация поверхности перчаток для пищевой промышленности и работы с ними для повышения безопасности и гигиены пищевых продуктов. J Food Eng. 2016; 187: 82–91. http://dx.doi.org/10.1016/j.jfoodeng.2016.04.018.
43. 43. Кашинс С.Д., Элфорд Р.А., Скеррати Л.Ф. Индивидуальное исследование: Смертельное воздействие латексных, нитриловых и виниловых перчаток на головастиков.Herpetol Rev.2008; 39: 298–301.
44. 44. Песье А.П., Мендельсон-младший, редакторы. Руководство по борьбе с инфекционными заболеваниями в колониях обеспечения выживания амфибий и программ реинтродукции. Группа специалистов по сохранению селекции МСОП / SSC; 2017; Яблочная долина, Миннесота.
45. 45. Wobeser GA. Основы болезней диких животных. Эймс, Айова: издательство Wiley-Blackwell Publishing; 2006. 256 с.
46. 46. Арфа Э.М., Петранка Ю.В. Ранавирус у древесных лягушек ( Rana sylvatica ): потенциальные источники передачи внутри и между прудами.J Wildl Dis. 2006. 42 (2): 307–18. Epub 2006/07/28. pmid: 16870853.
47. 47. Бруннер Дж. Л., Бити Л., Гитар А., Рассел Д. Неоднородности в процессе заражения приводят к передаче ранавируса. Экология. 2017; 98 (2): 576–82. pmid: 27859036
48. 48. Джонсон AF, Бруннер JL. Персистирование ранавируса амфибий в водных сообществах. Dis Aquat Organ. 2014. 111 (2): 129–38. Epub 2014/10/01. pmid: 25266900.
49. 49. Манро Дж., Бейли А.Э., Макферсон, штат Нью-Джерси, Файст, SW.Выживание вируса лягушки 3 в пресной воде и отложениях английского озера. J Wildl Dis. 2016; 52 (1): 138–42. pmid: 26555105.

Четыре шага к эффективной очистке и дезинфекции

Очистка и дезинфекция — важнейшие части всех программ биобезопасности. Цель состоит не в том, чтобы полностью стерилизовать окружающую среду, а, скорее, в значительном снижении количества патогенов до точки, при которой передача болезни не происходит.

Любой процесс очистки и дезинфекции состоит из множества важных этапов. Эти шаги и некоторые важные концепции будут описаны здесь.

Очистка и дезинфекция включены в программы «Обеспечение качества свинины плюс» Национального совета по свиноводству и программы обеспечения качества грузовиков.

Очистка и дезинфекция

Чтобы максимизировать эффективность очистки и дезинфекции, сосредоточьтесь на следующих четырех шагах:

1. Очистка. Первый шаг — удалить весь органический материал.Лучше всего этого добиться с помощью веника, лопаты или скребка. Удалите как можно больше твердых частиц, чтобы свести к минимуму использование воды на следующем этапе.

В помещении для опороса этот шаг выполнить легко (за исключением опорожнения кормушек для свиноматок). С другой стороны, при очистке полуприцепа удаление щепы или другого подстилочного материала занимает значительное время. Время, потраченное на правильное выполнение этого шага, уменьшит общее время процесса.

2. Стирка. Этот шаг отнимает больше всего времени из всего процесса, но он также является наиболее важным.Если все сделано правильно, стирка удалит 99,99% микроорганизмов из окружающей среды.

Цель состоит в том, чтобы удалить все оставшиеся органические вещества (навоз, корм, мочу и т. Д.). Обычно это делается с помощью мойки высокого давления. При сравнении оборудования необходимо учитывать два важных показателя: давление (фунты на квадратный дюйм = фунт / кв. Дюйм) и количество перемещаемой воды (галлонов в минуту = галлонов в минуту). Чтобы рассчитать эффективные единицы очистки (или экю), умножьте фунты на квадратный дюйм на галлоны в минуту (экю = фунты на квадратный дюйм × галлоны в минуту).

Например, машина, которая подает 4 галлона воды в минуту при 2000 фунтах на квадратный дюйм, считается имеющей 8000 экю (2000 × 4,0 = 8000), что сопоставимо с машиной на 2500 фунтов на квадратный дюйм, подающей 3,2 галлона в минуту (2500 × 3,2 = 8000).

Однако использование слишком высокого давления, более 3000 фунтов на квадратный дюйм, может вызвать проблемы. Такой уровень давления может вызвать повреждение поверхностей или даже вызвать перемещение органических веществ с высокой скоростью, что может быть опасно для персонала.

Как правило, для снятия краски со стены требуется 9000 экю.

Скорость очистки будет зависеть от объема используемой воды. Для работы обычно достаточно давления выше 2000 фунтов на квадратный дюйм. Машина на 4 галлона в минуту удаляет навоз в два раза быстрее, чем машина на 2 галлона в минуту.

Помимо хорошей моечной машины, есть еще несколько шагов, облегчающих этот процесс стирки.

• Замачивание — Замачивание поверхностей перед стиркой сокращает время, необходимое для более полной работы. Намочить можно, установив спринклерную систему в помещениях, которые нужно мыть.При замачивании прицепа вы можете сначала намочить весь прицеп умеренным количеством воды, а затем начать тщательную мойку с одного конца, в то время как у других поверхностей будет больше времени для замачивания.

• Моющие средства — Еще один отличный способ максимально повысить эффективность очистки и свести к минимуму время, затрачиваемое на работу, — это использование специальных моющих средств, которые помогают расщеплять навоз и другие органические вещества. Это эквивалент использования мыла для мытья рук. Вы можете мыть руки простой водой, но гораздо быстрее использовать мыло.

  Моющие средства — это продукты, которые снижают поверхностное натяжение и задерживают частицы для облегчения очистки. Они могут быть кислыми (хороши для удаления белка) или щелочными (хороши для жиров). Некоторые коммерческие продукты содержат оба типа.

  Многие предприятия забывают о стоимости моющих средств, в основном из-за дополнительных расходов. На самом деле, большинство продуктов стоит вложений не только потому, что они сокращают трудозатраты, но и потому, что они максимизируют процесс очистки и могут разрушать бактериальные биопленки (слизь), в которых могут находиться бактерии.

• Горячая вода — Горячая вода также может ускорить процесс стирки. Одним из недостатков горячей воды является то, что она может производить пар и ухудшать видимость, особенно зимой. Цель состоит в том, чтобы вода была достаточно горячей, чтобы облегчить уборку, не подвергая опасности сотрудников. Вы не сможете нагреть воду настолько, чтобы убить бактерии или вирусы, так как такие высокие температуры могут вызвать ожоги кожи. Исследования показали, что деньги, потраченные на нагрев воды, будут сэкономлены за счет сокращения рабочей силы.

3. Дезинфекция — это важный шаг в процессе очистки, требующий определенных научных знаний. Если поверхности не будут полностью очищены (от минимального количества органических веществ), дезинфекция не будет эффективной.

Дезинфицирующие средства — это химические вещества, используемые для контроля, предотвращения или уничтожения микробов на неодушевленных предметах или поверхностях. Большинство дезинфицирующих средств дезактивируются при контакте с органическими материалами. Не существует дезинфицирующего средства, которое подойдет для всех ситуаций.

Традиционно дезинфицирующие средства выбираются на основе предпочтений или цены, а не конкретных целей. Все дезинфицирующие средства, используемые в США, должны быть одобрены Агентством по охране окружающей среды. Поэтому очень важно читать этикетки.

Характеристика класса дезинфицирующего средства

Ниже приведены общие характеристики каждого из различных классов дезинфицирующих средств.

Кислоты (уксусная кислота, лимонная кислота) — кислоты используются для осаждения белков.Они могут быть едкими и токсичными, если достигают высоких концентраций в воздухе. Их активность зависит от pH веществ, с которыми они контактируют. Они имеют ограниченное использование в большинстве программ очистки и дезинфекции свиней.

Спирты (этанол, изопропанол) — Спирты денатурируют (расщепляют) белки и не вызывают коррозии. Они легко воспламеняются, и для их эффективности их концентрация должна составлять 70-90%.

Альдегиды (формальдегид, глутаральдегид) — эти химические вещества не вызывают коррозии и денатурируют белки.Формальдегид канцерогенен, но глутаральдегид считается гораздо более безопасным для людей и животных. Глутаральдегид может быть немного эффективным в присутствии некоторых органических веществ.

Щелочь (щелочь, гидроксид аммония) — Щелочь омыляет (превращает в мыло) жиры в оболочечных организмах. Активность увеличивается с повышением температуры. Они очень едкие.

Бигуаниды (хлоргексидин) — бигуаниды изменяют проницаемость клеточной мембраны. Они легко инактивируются моющими средствами и жесткой или щелочной водой.Они токсичны для рыб, но относительно не раздражают ткани.

Галогены (соединения хлора или йода) — галогены денатурируют белки, но теряют активность со временем, органическими веществами, солнечным светом и некоторыми металлами. Отбеливатель (гипохлорит натрия), вероятно, является одним из самых дешевых и распространенных дезинфицирующих средств. Соединения йода могут вызывать раздражение кожи при более высоких концентрациях. Как йод, так и хлор легко инактивируются органическими веществами.

Окислители (перекись водорода, перацитовая кислота) — Окислители денатурируют белки и липиды, обладают умеренной коррозией и могут вызывать раздражение при более высоких концентрациях.

Фенолы — Фенолы денатурируют белки и изменяют проницаемость клеточной мембраны. При добавлении в воду они приобретают молочный или мутный вид. Обычно они не эффективны против вирусов без оболочки, но эффективны в присутствии органических веществ и поэтому являются хорошим вариантом для ванн для ног; они обладают остаточной активностью.

Соединения четвертичного аммония (quats) — Quats также денатурируют белки и изменяют проницаемость клеточной мембраны. Обычно они не эффективны против вирусов без оболочки, токсичны для рыб и инактивируются органическими веществами, детергентами и жесткой водой.

Эти общие характеристики помогают понять различия между продуктами. Этикетки продуктов всегда следует читать, чтобы лучше понять конкретные характеристики или эффективность конкретного продукта, которые могут отличаться от общих характеристик, которые мы здесь описали.

Знать целевой организм

Еще одна важная часть процесса дезинфекции — знать свой целевой организм. Как показывает практика, различные классы дезинфицирующих средств с большей вероятностью будут эффективны против определенного типа патогена.Бактерии можно разделить на грамположительные или грамотрицательные в зависимости от способности организма улавливать особую окраску. Эти характеристики окрашивания связаны со свойствами их клеточной стенки и, следовательно, могут использоваться для определения того, какой тип продуктов лучше всего подходит для различных групп бактерий.

В таблице 1 указаны некоторые из наиболее часто встречающихся бактерий, представляющих интерес при свиноводстве, как грамположительные или отрицательные. Что касается вирусов и дезинфекции, классификация основана на том, есть ли у них конверт или нет.Как правило, вирусы без оболочки, как правило, более выносливы, выживают более длительные периоды в окружающей среде и требуют специальных дезинфицирующих средств, чтобы быть эффективными.

Таблица 2 помогает систематизировать некоторые распространенные вирусы свиней по категориям, а также идентифицировать их как ДНК (дезоксирибонуклеиновая кислота) или РНК (рибонуклеиновая кислота) вируса. Хотя с точки зрения очистки и дезинфекции эта характеристика не актуальна, она важна с точки зрения общей биобезопасности. РНК-вирусы часто мутируют, поэтому их труднее контролировать с помощью вакцинации по сравнению с ДНК-вирусами.Вирус репродуктивного и респираторного синдрома свиней является примером вируса с оболочечной РНК. Это означает, что его относительно легко дезинфицировать (конверт), и он часто мутирует (РНК).

С другой стороны, вирус цирковируса свиней типа 2 представляет собой ДНК-вирус (низкая частота мутаций) и не имеет оболочки (трудно дезинфицировать).

Центр продовольственной безопасности и общественного здравоохранения Университета штата Айова размещает на своих веб-сайтах бесплатные ресурсы по дезинфицирующим средствам по адресу: www.cfsph.iastate.edu/BRM/disinfectants.htm. В таблице 3 перечислены общие характеристики различных классов дезинфицирующих средств. Таблицы 1 и 2 можно использовать для выбора целевого патогена. Затем обратитесь к таблице 3, чтобы решить, какой класс дезинфицирующих средств вы хотите использовать.

Например, если PRRS является вашим целевым патогеном (вирус в оболочке), то вы, как правило, знаете, что дезинфицирующие средства альдегидного класса будут лучшим выбором, чем фенольные соединения или четвертичные соединения. Компании могут добавлять определенные патогены на свои этикетки, если они провели лабораторное тестирование (стандартный тест, установленный EPA), чтобы продемонстрировать эффективность своего продукта против этого конкретного патогена.Три таблицы служат в качестве общих рекомендаций; полностью прочтите специальные этикетки для всех продуктов, чтобы убедиться, что они эффективны против ваших целевых патогенов.

Как правило, различия в штаммах патогенов не изменяют восприимчивость организма к определенному дезинфицирующему средству. Хорошим примером этого является новый штамм гриппа h2N1. Центры по контролю и профилактике заболеваний рекомендуют использовать любой продукт, помеченный как эффективный против вирусов гриппа (птичьего, свиного или человеческого), для дезинфекции поверхностей.

Также нет доказательств того, что патогены свиней развивают какую-либо устойчивость к определенному классу дезинфицирующих средств, как в случае некоторых бактерий и антибиотиков. Следовательно, чередование дезинфицирующих средств не требуется, если только их не повернуть для расширения круга целевых патогенов.

Еще одним ключевым элементом процесса дезинфекции является время контакта. Как правило, для действия большинства дезинфицирующих средств требуется не менее 10 минут контакта. Прочтите этикетку, чтобы убедиться, что указано надлежащее время контакта.

По ошибке бригады по обработке опороса, вероятно, являются крупнейшими нарушителями этого правила. Для эффективной дезинфекции технологического оборудования на каждой операции должны быть два или три разных комплекта оборудования, чтобы, пока используется один комплект, у других комплектов было достаточно времени для контакта с дезинфицирующим средством, чтобы выполнить свою работу.

Многие из сегодняшних дезинфицирующих средств предназначены для использования во вспенивающем оборудовании. Вспенивание имеет два больших преимущества. Во-первых, это позволяет визуализировать, где был применен продукт, обеспечивая более равномерное и полное нанесение.Во-вторых, резко увеличивается время контакта дезинфицирующих средств с различными поверхностями, особенно с вертикальными поверхностями (стены, перегородки и т. Д.). Оба эти преимущества стоят вложенных средств.

Другой способ нанесения дезинфицирующих средств — использование туманообразователя. Исторически фумигация использовалась как средство превращения дезинфицирующих средств в газы. Из-за беспокойства персонала фумигация не проводится на регулярной основе; вместо этого используются туманообразователи.

Запотевание обычно включает распыление дезинфицирующего средства в виде очень мелкого тумана.Цель состоит в том, чтобы дезинфицирующее средство достигло всех поверхностей в помещении. Это особенно интересно, когда в здание вносятся объекты, которые невозможно вылечить вручную.

Построено специальное помещение, в котором есть стеллажи или стол с проволочной сеткой, позволяющие размещать все материалы над полом, чтобы дезинфицирующее средство могло попасть на все поверхности предметов. Предметы помещаются в комнату, туман заполняется одобренным дезинфицирующим средством и включается. Двери в комнату закрываются, и туман дезинфицирующего средства стекает в течение примерно пяти минут.

Затем все материалы вращаются, и туманообразователю дают поработать еще пять минут или около того. Распылитель выключен, и комната простаивает в течение 2-3 часов, чтобы дезинфицирующее средство успело вступить в контакт с желаемыми объектами.

4. Время высыхания. Одна из проблем, возникающих при использовании большинства программ очистки и дезинфекции, заключается в том, чтобы оставить достаточно времени для продолжительной сушки. Это время простоя / высыхания предназначено для того, чтобы вся влага могла испариться из здания и всех его поверхностей.

Вода имеет решающее значение для выживания всех живых организмов, включая вирусы и бактерии. Исследования в птицеводстве показали, что 48-часовой простой может значительно снизить загрязнение окружающей среды клостридиями по сравнению с 24 часами.

В идеале время простоя в помещении для опороса должно составлять от 48 до 72 часов после очистки и дезинфекции. Часто это невозможно из-за потока свиней и ограниченного пространства. Чтобы максимально увеличить время высыхания, рассмотрите следующие варианты:

• Дайте помещениям для опороса высохнуть в течение ночи, прежде чем перемещать свиноматок в помещение.Включите обогреватели в помещении, чтобы обеспечить максимальную сушку.

• Если ночь невозможна, попробуйте использовать скребки, чтобы удалить все лужи с водой, чтобы ускорить процесс сушки перед перемещением свиноматок в комнату.

• Два или три раза в год планируйте достаточно времени, чтобы помещения полностью высохли, чтобы прервать цикл болезней, прежде чем заселять животных. Это особенно полезно при серьезных проблемах со здоровьем в помещении для опороса.

• Помните, что это не эффект «все или ничего». Небольшие шаги по вмешательству делают систему более производительной.

Сушка особенно важна для прицепов для перевозки скота, которые считаются основным риском передачи болезней. Обычно это происходит не по вине водителя, а скорее из-за зон повышенного риска, в которые эти автомобили едут и откуда. Прицепы обычно останавливаются в местах скопления животных, и поэтому вероятность заражения новых возбудителей болезней резко возрастает.

Современные трейлеры разработаны с учетом более высоких требований биобезопасности. Во многих наших здоровых стадах используются системы сушки и обеззараживания с термической обработкой (TADD). В этих системах трейлеры моются и дезинфицируются, а затем помещаются в отсек для добавления тепла в качестве заключительного этапа удаления патогенов. Успех этих систем значительно увеличивается из-за этого процесса сушки.

Эти системы спроектированы таким образом, что критические зоны прицепов могут достигать температуры не менее 142 ° F в течение как минимум 10 минут.Некоторые в поле предпочли бы достичь 160–165 ° F в течение 10 минут, чтобы максимально убить патогенные микроорганизмы, но эти более высокие температуры увеличивают стоимость эксплуатации и могут сократить ожидаемый срок службы некоторого оборудования прицепа.

Очистка, дезинфекция монитора

В свиноводстве, хотя очистка и дезинфекция считаются очень ценной работой, слишком часто ее доверяют человеку с наименьшим опытом. Все понимают важность этого, но никто не хочет заниматься этой работой все время.

Наличие наименее опытного человека, отвечающего за электрическую стирку, может стать проблемой, если он не обучен должным образом. Все сотрудники должны понимать важность своей работы; Найдите время, чтобы объяснить новым сотрудникам, почему каждый шаг важен для успеха всей операции.

Следующие шаги могут помочь контролировать эффективность программы очистки и дезинфекции вашего предприятия:

• Визуальный осмотр — Периодически все руководители должны визуально проверять каждый из этапов очистки и дезинфекции, описанных выше.Цель состоит в том, чтобы обеспечить общую чистоту. Тщательная оценка после завершения каждого шага, особенно с новыми сотрудниками, поможет им лучше понять ваши ожидания. Слово «чистый» субъективно и может иметь разное значение / степень для разных людей. Помните, что только то, что комната или трейлер выглядит «чистым», не означает, что в нем нет патогенов.

• Количественная оценка — Обычно она включает мазки или чашки для обнаружения и подсчета стерильных репликатов (RODAC).Эту услугу предлагают многие ветеринары. Посредством процесса стандартизации тестовых площадей можно провести фактический подсчет бактерий для разных тестовых зон. Фактический тип выращиваемых организмов имеет значение не, а, скорее, количество выращенных организмов. Планшеты и / или тампоны необходимо доставить в лабораторию и дать им инкубироваться в течение 48 часов, поэтому результаты не всегда доступны.

Программы очистки и дезинфекции сложно оценить. Часто успех программы основан на борьбе с клиническими заболеваниями.Если при опоросе возникают проблемы с промыванием, уделите больше внимания очистке и дезинфекции. Но этот метод не позволяет выявить субклинические заболевания, которые могут повлиять на производительность и, в конечном итоге, на прибыльность.

Затраты на очистку, дезинфекцию

При оценке стоимости различных программ необходимо учитывать все части процесса, включая рабочую силу. Как уже отмечалось, моющие средства увеличивают прямые затраты на все программы очистки, но также следует учитывать экономию рабочей силы. Эта экономия заключается не только в сокращении времени на завершение процесса, но и в повышении морального духа сотрудников, которым теперь легче выполнять свою работу.Преимущества более чистой комнаты трудно оценить количественно, но они определенно имеют положительные стороны.

Наверное, проще всего рассчитать стоимость дезинфицирующего средства. Убедитесь, что вы сравниваете яблоки с яблоками. В зависимости от целевого патогена прочтите этикетку продукта и определите минимальное необходимое разведение (самую высокую концентрацию). Рассчитайте цены из расчета на 1 галлон. окончательного решения.

Например, продукт A может показаться более дорогим, потому что он стоит 82,50 доллара за галлон. по сравнению с продуктом B, который стоит 53 доллара.60 / галлон. Согласно этикетке, при борьбе с РРСС продукт А используется из расчета 1/2 унции / галлон. воды по сравнению с продуктом B, который используется из расчета 1 унция / галлон. воды. Итак, ½ унции. продукта A будет стоить 0,32 доллара (82,50 доллара / 128 унций в галлоне / ½ унции, норма расхода = 82,50 доллара / 256 = 0,32 доллара, в то время как 1 унция продукта В будет стоить 0,42 доллара (53,60 доллара / 128 унций в галлоне / 1 унции). . ставка заявки = 53,60 долл. / 128 = 0,32 долл.). Следовательно, продукт А примерно на 24% дешевле, чем продукт Б.

Сводка

Целью программы очистки и дезинфекции является не полная стерилизация окружающей среды, а, скорее, значительное снижение патогенной нагрузки, чтобы не произошло заражение.Наука должна применяться ко всему процессу, и все этапы процесса имеют цель. Каждый шаг процесса зависит от успешного выполнения предыдущих шагов.

Сотрудники должны быть обучены, чтобы лучше понимать важность процесса очистки и дезинфекции, а также понимать, что выбор дезинфицирующего средства должен основываться на целевых организмах. Визуальный осмотр очищенной комнаты помогает убедиться, что большинство патогенов в комнате удалены, но не указывает на то, что комната стерильна (свободна от патогенов).

Используя информацию из этой статьи, ваше предприятие должно быть в состоянии реализовать успешную программу очистки и дезинфекции, которая должна быть неотъемлемой частью вашей общей программы биобезопасности.

% PDF-1.3 % 258 0 объект > эндобдж xref 258 108 0000000016 00000 н. 0000004086 00000 н. 0000004248 00000 н. 0000004377 00000 н. 0000004976 00000 н. 0000005959 00000 н. 0000006493 00000 н. 0000007545 00000 н. 0000007610 00000 п. 0000007647 00000 н. 0000007695 00000 н. 0000007743 00000 н. 0000012823 00000 п. 0000013420 00000 н. 0000013832 00000 п. 0000014310 00000 п. 0000019576 00000 п. 0000020184 00000 п. 0000020602 00000 п. 0000021097 00000 п. 0000021175 00000 п. 0000021257 00000 п. 0000022285 00000 п. 0000023219 00000 п. 0000024182 00000 п. 0000025106 00000 п. 0000026169 00000 п. 0000027075 00000 п. 0000028059 00000 п. 0000028976 00000 п. 0000031670 00000 п. 0000032627 00000 н. 0000033472 00000 п. 0000074961 00000 п. 0000079155 00000 п. 0000079991 00000 н. 0000120124 00000 н. 0000143902 00000 н. 0000146063 00000 н. 0000146337 00000 н. 0000146702 00000 н. 0000146848 00000 н. 0000146929 00000 н. 0000147001 00000 н. 0000147159 00000 н. 0000147262 00000 н. 0000147311 00000 н. 0000147395 00000 н. 0000147442 00000 н. 0000147556 00000 н. 0000147675 00000 н. 0000147724 00000 н. 0000147812 00000 н. 0000147903 00000 н. 0000147952 00000 н. 0000148126 00000 н. 0000148240 00000 н. 0000148288 00000 н. 0000148424 00000 н. 0000148591 00000 н. 0000148681 00000 н. 0000148729 00000 н. 0000148846 00000 н. 0000149036 00000 н. 0000149133 00000 н. 0000149181 00000 п. 0000149312 00000 н. 0000149451 00000 п. 0000149555 00000 н. 0000149603 00000 н. 0000149731 00000 н. 0000149823 00000 п. 0000149871 00000 н. 0000149954 00000 н. 0000150052 00000 н. 0000150100 00000 н. 0000150207 00000 н. 0000150255 00000 н. 0000150303 00000 н. 0000150351 00000 н. 0000150399 00000 н. 0000150447 00000 н. 0000150495 00000 н. 0000150543 00000 н. 0000150591 00000 н. 0000150640 00000 н. 0000150777 00000 н. 0000150826 00000 н. 0000150976 00000 н. 0000151025 00000 н. 0000151073 00000 н. 0000151122 00000 н. 0000151223 00000 н. 0000151272 00000 н. 0000151363 00000 н. 0000151412 00000 н. 0000151503 00000 н. 0000151552 00000 н. 0000151659 00000 н. 0000151708 00000 н. 0000151872 00000 н. 0000151921 00000 н.